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维生素K(VK)，又称凝血维生素，是一类具有叶绿醌生物活性的脂溶性维生素。除具有凝血功能外，维生素K还能促进骨代谢，防治骨质疏松症，天然VK1和VK2(主要活性体为MK4和MK7)可单独或协同其他抗骨质疏松药物治疗骨质疏松症[1-4]，人工合成的VK3也有少量抗骨质疏松研究报道[5-6]，然而，不同维生素K的抗骨质疏松作用的比较研究非常有限。有研究发现维生素K具有促进骨形成和抑制骨吸收的双向调节机制[7]，药理研究发现VK1、MK4和MK7能显著促进小鼠成骨细胞MC3T3-E1增殖和碱性磷酸酶(ALP)活性[8]，同时报道VK1、MK4和MK7也能显著抑制RANKL诱导骨髓单核细胞分化的破骨细胞抗酒石酸酸性磷酸酶(TRAP)基因和组织蛋白酶K(CTSK) mRNA表达[9]。临床报道发现VK2能显著降低绝经后骨质疏松的TRAP和CTSK表达[10]。CTSK是骨吸收过程中的关键溶骨活性酶[11]，与粘多糖(glycosaminoglycan, GAG)，如硫酸软骨素(CSA)，形成一种高分子量的复合物，可将胶原蛋白降解。目前尚未有VK对CTSK骨胶原降解的研究报道。本研究以新生大鼠颅盖骨分离成骨细胞和巨噬细胞集落刺激因子(M-CSF)和核因子κB受体活化因子配体(RANKL)诱导骨髓单核细胞的破骨细胞为模型[12]，系统比较VK1、MK4、MK7和VK3对成骨细胞增殖和ALP活性、破骨细胞分化、TRAP活性和CTSK降解胶原活性的影响。通过比较不同VK抗骨质疏松作用，对临床选用合适的VK营养补充剂、指导人群VK膳食补充，以满足我国人群骨健康需求具有重要意义。
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新生3 d的SD大鼠，雌雄不限，购自上海斯莱克实验动物有限公司[SCXK（沪）2012-0002]；II型胶原酶、胰蛋白酶、特级胎牛血清、α-MEM培养基（美国Gibco公司）；CellTriter-blue试剂(美国Promega™)，核刺激因子受体的配体(receptor for activation of nuclear factor kappa B ligand, RANKL，400-30)、巨噬细胞集落刺激因子(macrophage colony-stimulating factor, M-CSF，400-28)购自PEPROTECH公司，淋巴细胞分离液Ficoll-Paque密度梯度液(GE)购自上海生工生物工程技术服务有限公司；TRACP染色试剂盒、Benzyloxycarbonyl-Phe-Arg-7-amido-4-methylcoumarin (Z-FR-MCA)购自日本WAKO公司；L-3-carboxy-trans-2-3-epoxypropionyl-leucylamido-(4guanidino)-butane(E-64)、硫酸软骨素A (CSA)胃蛋白酶、组织蛋白酶K抑制剂奥当卡替(odanacatib, ODN)、VK1、MK4、MK7和VK3，购自Sigma公司；I型胶原（美国Affymetrix公司）；牛血清白蛋白、β-甘油磷酸钠、抗坏血酸、多聚甲醛等试剂均为国产分析纯。
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实验室自建原代成骨细胞培养方法[12]。取新生3 d的SD大鼠5只，在无菌条件下取其颅顶盖骨，去除骨膜、血管及结缔组织，用D-Hanks液冲洗干净，用0.25%的胰蛋白酶37 ℃消化30 min，再用0.05%胰蛋白酶及3 mg/ml的II型胶原酶37 ℃消化1 h，经100目滤网过滤，1 000 r/min离心10 min，即为新鲜的成骨细胞，加入10%胎牛血清的α-MEM培养基，置37 ℃，5% CO2培养箱。取第四代大鼠颅盖骨成骨细胞，消化分离出来，以α-MEM培养基配制成浓度为2×104/ml的细胞悬液，以100 μl/孔接种于96孔培养板，设12个药物组，分别为1、0.1和0.01 μmol/L的VK1、MK4、MK7和VK3，每组选取1个药物浓度加入1、0.1和0.01 μmol/L的VK1、MK4、MK7和VK3，培养48 h，用MTT法检测细胞增殖活性。ALP活性需要连续培养6 d后，用100 μl 50 mmol/L的二乙醇胺，50 μl 2.5 mmol/L的对硝基苯酚磷酸二钠，37 ℃反应30 min后，用0.3 mol/L的NaOH终止反应，于波长405 nm处测得吸光度值[12-13]。
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取成骨细胞第三代细胞，按每孔5×104的细胞数接种于12孔板内，α-MEM培养基培养24 h，换骨结节诱导培养基(0.1%BSA，10 nmol/L地塞米松，10 mmol/L β-甘油磷酸钠和50 μg/ml抗坏血酸以及10%胎牛血清的α-MEM培养基)，加入1 μmol/L的VK1、MK4、MK7和VK3后，每3 d换药1次，连续培养观察14 d后，用0.1%茜素红-Tris-Hcl染液(pH 8.3)染色。染色前，用预冷的10%中性甲醛缓冲液固定10 min，PBS冲洗3次。加入0.1%茜素红-Tris-Hcl染液(pH 8.3)，37 ℃下染色30 min。蒸馏水冲洗，干燥，封片。倒置相差显微镜(Leica DMI 3000)下进行观察并随机拍照10张，用image-Pro Plus (IPP 6.0)分析图片，得出每张图片骨结节面积[13]。
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取新生3 d的SD大鼠胫骨，用α-MEM培养基冲洗骨髓腔以收集骨髓细胞，加入等量Ficoll试剂分离骨髓单核细胞，用含有25 ng/ml M-CSF、25 ng/ml RANKL的细胞因子和10%胎牛血清的α-MEM培养基进行培养，每3 d换液1次，6 d后破骨细胞分化成熟。细胞成熟后，以1×105/ml接种于96孔板，加入1、0.1和0.01 μmol/L的VK1、MK4、MK7和VK3。继续培养48 h后，取100 μl培养基，加入20 μl CellTriter-blue试剂，轻轻晃10 s混匀，37 ℃孵育30 min后，将96孔板置于荧光分光光度计，检测细胞悬液荧光强度(发散光波长560 nm，吸收光波长590 nm)。
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成熟破骨细胞以1×105/ml接种于96孔板内，加入1、0.1和0.01 μmol/L的VK1、MK4、MK7和VK3，培养48 h后，弃上清液，PBS冲洗2次，20 µl 0.1%Triton X-100室温破碎细胞15 min，加入100 µl反应液(0.4 g对硝基苯基磷酸二钠，去离子水溶解后加入2.0 g酒石酸钾钠，加水溶解至150 ml，HCl调节pH至3.5，再加水定容至200 ml)，于37 ℃反应30 min，迅速加入100 µl 1 mol/L的NaOH终止反应，于波长405 nm处测定其吸光度值[14]。
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25 μmol/L的VK1、MK4、MK7、VK3和1 μmol/L阳性药Odanacatib用100 mmol/L醋酸钠缓冲液(pH5.5，包含2.5 mmol/L DTT，和2.5 mmol/L EDTA)稀释至浓度为25 μmol/L加入96孔板，最终反应容量为0.2 ml，加入终浓度为5 nmol/L的CTSK孵育5 min，加入5 μl底物1 mmol/L的Z-FR-MCA溶液开始反应，检测5 min荧光信号(发散光波长460 nm，吸收光波长355 nm)。实验设阴性对照，阳性对照(1 μmol/L E-64)。
计算公式：抑制率（%）=100-(1-Vi/V0)。
Vi和V0分别表示存在和不存在VK情况下，记录荧光信号强度随时间变化斜率slope值[11]。
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可溶性I型胶原溶解在100 mmol/L醋酸钠缓冲液(pH5.5，包含2.5 mmol/L DTT和2.5 mmol/L EDTA)，最终I型胶原浓度为0.6 mg/ml，加入终浓度100 μmol/L的VK1、MK4、MK7和VK3及10 μmol/L阳性对照药Odanacatib，依次将CTSK和CSA(终浓度分别为400和200 nmol/L)加入含有I型胶原蛋白的反应液中，使总反应液容量为50 μl。混匀，28 ℃孵育4 h，取出后加入1 μl的100 μmol/L E64终止反应。采用10%的SDS-PAGE凝胶电泳分离，卡马斯亮蓝染色20 min，用乙酸-甲醇(4∶1)脱色。I型胶原的α1条带的灰度用Gene Snap(Syngene Inc.Frederick，MD)软件进行定量分析[14]。
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每组实验重复3次。采用SPSS软件经ANOVA方差分析检验(α=0.05)，再用SNK对每两组进行两两比较，以P<0.05为差异有统计学意义。
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VK1和VK3在0.01~1 μmol/L浓度范围内对成骨细胞增殖和ALP活性均未有影响(图1A、1B)。MK4在0.01和0.1 μmol/L浓度显著促进了成骨细胞增殖活性，分别提高了15.5%和23.0%(P<0.05)，而MK7分别提高了25.1%和18.4%。MK4和MK7在1 μmol/L显著提高了ALP活性(P<0.05)，促进率分别为30.2%和25.7%。成骨细胞在骨结节诱导培养基培养14 d后，经茜素红染色液染色，骨结节处形成红色钙化晶体，骨结节的面积代表了成骨细胞的钙化程度(图1C)，结果显示MK4和MK7在1 μmol/L浓度时显著提高了骨结节形成面积(P<0.05)，分别增加25.2%和34.0%，VK3显著抑制了骨结节的形成。
图 1 维生素K对成骨细胞活性的影响
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由图2A可得，VK1、VK3、MK4和MK7在0.01~1 μmol/L浓度对破骨细胞代谢活力均无影响，对破骨细胞无毒性。VK1、MK4和MK7在1 μmol/L表现出抑制TRAP活性，抑制率分别为27.4%、54.0%和35.0%，MK4在0.01和0.11 μmol/L浓度显著降低了破骨细胞TRAP活性(P<0.01)，分别降低了50%和41%，MK7在0.1 μmol/L浓度时，TRAP活性显著降低26.8%(图2B)。
图 2 维生素K对破骨细胞活性的影响
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本研究考察VK1、VK3、MK4和MK7抑制CTSK与Z-FR-MCA底物结合活性。图3A结果显示，1 μmol/L的ODN抑制了CTSK与Z-FR-MCA底物结合效率达98.3%，而25 μmol/L的VK3、MK4、MK7和VK1抑制率分别为0.3%、58.9%、16.6%和9.4%。与空白胶原相比，VK3、MK4、MK7和VK1在100 μmol/L抑制胶原降解效率达30.8%、73.8%、18.4%和19.2% (图3B、3C)，仅有MK4和ODN超过60%的抑制率，与未加CSA的CTSK阴性对比，抑制率达38.8%、93.0%、23.1%和24.2%。与空白胶原组对比，阳性抑制剂ODN在1 μmol/L的抑制率达77.3%，与未加CSA的CTSK阴性对比，抑制率达到99.0%。
图 3 维生素K抑制CTSK活性
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研究报道VK1、MK4和MK7能显著促进成骨细胞活性和抑制破骨细胞活性[9-10]。临床报道服用高含量维生素K1能够降低髋部骨折风险和提高髋部及腰椎部骨密度，可延缓50～60岁绝经后女性的骨丢失[2]。同时药理研究发现VK3显著促进去卵巢大鼠的骨密度和改善骨质疏松相关指标[5]。而本研究并未发现VK1和VK3具有促进成骨细胞和抑制破骨细胞的作用，可能原因是选择的筛选浓度过低所致。MK4和MK7在1 μmol/L能促进成骨细胞增殖和矿化作用，二者并没有显著差异。但在抑制骨吸收作用方面，MK4相较于MK7在相同浓度，有更显著的抑制TRAP活性的作用。
CTSK是破骨细胞发挥骨吸收作用的关键靶标酶，选择性地大量表达于破骨细胞，其生理作用底物正是在有机骨基质中含量达95%的I型胶原[11]。我们研究发现，在相同浓度，只有MK4能显著抑制其底物骨胶原降解和人工合成底物Z-FR-MCA的活性。
日本早在1995年首次将MK4作为治疗骨质疏松的药物应用[15]，2011年MK4录入我国《原发性骨质疏松症诊疗指南》[16]。因此，我们认为MK4是人体内源性营养物质，安全性高，适用于各年龄人群作为营养补充剂使用。MK7具有促进骨形成作用，在体内也可以分解成MK4发挥作用，适合作为营养食品补充剂。
Effects of vitamin K on osteoblastic bone formation and osteoclastic bone absorption
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摘要:
目的 比较维生素K1(VK1)、维生素K2(MK4)、维生素K2(MK7)和维生素K3(VK3)促进骨形成和抑制骨吸收的作用。 方法 采用新生大鼠颅盖骨分离成骨细胞和以核因子κB受体活化因子配体(RANKL)诱导骨髓单核细胞的破骨细胞为模型，用磷酸苯二钠法检测成骨碱性磷酸酶(ALP)和抗酒石酸酸性磷酸酶(TRAP)活性；用CellTilter试剂盒检测破骨细胞代谢活力；用Z-FR-MCA荧光底物和胶原底物降解检测组织蛋白酶K(CTSK)抑制作用。 结果 MK4和MK7在0.1~1 μmol/L时显著促进成骨细胞增殖(P<0.05)，1 μmol/L时显著提高ALP活性和骨结节形成面积，VK3抑制了骨结节形成(P<0.05)。VK1、VK3、MK4和MK7在1 μmol/L时对破骨细胞代谢活力均无影响，MK4和MK7在0.1~1 μmol/L时显著抑制TRAP活性(P<0.05)，而VK1和VK3无抑制作用。MK4在25 μmol/L可对CTSK与Z-FR-MCA底物结合的抑制率达58.9%，在100 μmol/L对CTSK胶原降解的抑制率达73.2%。 结论 相较于VK1和VK3，MK7和MK4有显著促进成骨细胞活性和抑制破骨细胞骨吸收的作用，MK4能显著抑制破骨细胞CTSK酶活性。 Abstract:Objective To compare the effects of vitamin K1 (VK1), vitamin K2 (MK4), vitamin K2 (MK7) and vitamin K3 (VK3) on bone formation and bone absorption. Methods Osteoblasts were isolated from calvaria of newborn rats and osteoclasts were induced by receptor activator of nuclear factor-κ B ligand (RANKL). ALP and TRAP activity were measured by diphenyl phosphate method. Osteoclast metabolic activity was measured by Celltiter kit. The inhibition of cathepsin K (CTSK) was measured by Z-FR-MCA fluorescent substrate and collagen substrate degradation. Results MK4 and MK7 at 0.1~1 μmol/L significantly increased the proliferation of osteoblasts (P<0.05) and at 1 μmol/L increased ALP activity and bone nodule formation area. VK3 inhibited bone nodule formation (P<0.05). VK1,VK3,MK4 and MK7 at 1 μmol/L had no effect on osteoclastic bone absorption. MK4 and MK7 significantly inhibited TRAP activity at 0.1~1 μmol/L (P<0.05), while VK1 and VK3 did not show the inhibitory effect. The inhibition of MK4 at 25 μmol/L on CTSK binding to Z-FR-MCA substrate activity is 58.9% and the inhibition of MK4 at 100 μmol/L on collagen degradation of CTSK activity is 73.2%. Conclusion Compared with VK1 and VK3, MK7 and MK4 significantly increase osteoblast activity and inhibit osteoclast bone absorption, MK4 inhibits osteoclast CTSK enzyme activity. -
Key words:
- vitamin K /
- osteoporosis /
- osteoblasts /
- osteoclasts
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胰腺癌是一种病死率极高的消化道恶性肿瘤 [1]。超过80％以上的患者一旦确诊即是晚期，手术难以根治，需在术后进行辅助化疗、放疗、对症支持治疗等 [2]。盐酸吉西他滨（hcGEM）是治疗胰腺癌的一线化疗药。由于存在半衰期短、产生耐药性及不可避免的毒副作用等问题，其疗效不尽如人意[3]。因此，hcGEM的临床应用需要联合化疗来提高疗效[4]。
铁死亡是一种铁依赖的非凋亡性细胞死亡形式，针对铁死亡的治疗策略可能为传统疗法难以攻克的癌症提供新的治疗思路 [5]。埃拉斯汀 (Era)作为一种高效持久的铁死亡诱导剂，它可以激活多种信号通路来触发癌细胞的铁死亡 [6]。柳氮磺胺吡啶（SASP）是一种能抑制铁死亡相关的胱氨酸-谷氨酸逆向转运蛋白的抗炎药，可通过降低癌细胞对胱氨酸的摄取以及胞内谷胱甘肽水平来抑制胰腺癌细胞的生长[7]。青蒿琥酯（Art）是一种青蒿素的衍生物，除用作抗疟治疗外，可通过促进铁蛋白吞噬来增加细胞内游离铁水平，进而引发癌细胞的铁死亡[8]。铁死亡诱导剂与盐酸吉西他滨联合应用可能是胰腺癌治疗的潜在策略[9]。
本研究分别考察Era、SASP和Art这三种铁死亡诱导剂单独或联合hcGEM使用，对人胰腺癌PANC-1细胞的增殖抑制作用，以期发现具有潜在协同抑制的联合方案，为今后开发胰腺癌新疗法奠定基础。
1. 实验材料
1.1 试剂
盐酸吉西他滨、柳氮磺胺吡啶、埃拉斯汀（美国MCE公司）；青蒿琥酯（上海泰坦科技股份有限公司）；胎牛血清、青链霉素、胰酶（以色列BI公司）；DMEM高糖培养基、PBS缓冲液（上海泰坦科技股份有限公司），CCK- 8细胞毒性试剂盒（日本同仁化学研究所）。
1.2 细胞株
人胰腺癌PANC-1细胞，来源于海军军医大学第一附属医院消化内科，冻存复苏后培养于含10%胎牛血清的DMEM高糖培养基。
2. 实验方法
2.1 细胞培养
人胰腺癌PANC-1细胞用DMEM完全培养基（含10 %胎牛血清，1 %青-链霉素）于5 % CO2、37 ℃的恒温培养箱中培养。待细胞融合度达80 %～90 %时，移除旧培养基，PBS缓冲液清洗2遍后加入适当体积的胰蛋白酶消化3 min。待大部分细胞镜下变圆，小部分细胞脱落时，加入2倍胰酶体积的完全培养基终止消化，充分吹打使细胞脱离。将细胞悬液以1 000 r/min转速，离心5 min，弃上清液，加入2 ml完全培养基重悬，并按1∶2的比例均匀接种于两个培养皿，加入8 ml完全培养基水平摇匀后置于恒温细胞培养箱内培养，取对数生长期的细胞进行后续细胞毒性实验。
2.2 实验分组
将实验细胞单独用药组根据药物种类与浓度不同，分为hcGEM单药组（hcGEM: 0.015 625、0.031 25、0.062 5、0.125、0.25、0.5、1、2、4 μmol/L），Era单药组（Era：0.25、0.5、1、2、4、8、16、32、64 μmol/L），SASP单药组（SASP: 6.25、12.5、25、50、100、200、400、800、1600 μmol/L）以及Art单药组（Art：0.5、1、2、4、8、16、32、64、128 μmol/L），每种药物都按2倍比率设置浓度梯度，每组各9个浓度；联合用药组根据联合药物组成与比例不同分为hcGEM-Era联合用药组（包括4∶1、1∶1、1∶4和1∶16 联合组）、hcGEM-SASP联合用药组（包括4∶1、1∶1、1∶20和1∶400联合组）、hcGEM-Art联合用药组（包括 2∶1、1∶1、1∶4和1∶16联合组）。每个联合用药组中，hcGEM的浓度均为相同的浓度梯度（hcGEM: 0.015 625、0.031 25、0.062 5、0.125、0.25、0.5、1、2、4 μmol/L），并与恒定比例的联合药物共同作用于细胞。hcGEM-Era 1∶16联合组的药物浓度梯度为0.015 625 μmol/L hcGEM+0.25 μmol/L Era、0.031 25 μmol/L hcGEM+0.5 μmol/L Era、0.062 5 μmol/L hcGEM+1 μmol/L Era、0.125 μmol/L hcGEM+2 μmol/L Era、0.25 μmol/L hcGEM+4 μmol/L Era、0.5 μmol/L hcGEM+8 μmol/L Era、1 μmol/L hcGEM+16 μmol/L Era、2 μmol/L hcGEM+32 μmol/L Era、4 μmol/L hcGEM+64 μmol/L Era。
2.3 CCK-8法检测细胞抑制情况
取对数生长的PANC-1细胞接种于96孔板，密度为5 000个细胞/孔。待细胞贴壁24 h后，弃上清液，每3个复孔加入100 μl不同浓度的每种药物，另设空白对照组与药物未处理组各3个复孔。药物与细胞共培养48 h后，每孔加入含10% CCK-8的DMEM培养基。于恒温培养2 h后，用酶标仪测量450 nm波长下各孔的吸光度值(A值)。使用GraphPad Prism 8.0.2软件对数据进行非线性回归分析，得到各组药物作用于细胞的半数抑制浓度(IC50) 以及细胞增殖抑制率，具体公式为：抑制率=[1−（A用药组−A空白组）/（A未用药组−A空白组）]×100%。
2.4 联合指数计算
根据单独用药组与联合用药组的摩尔浓度与细胞增殖抑制率，使用CompuSyn软件计算联合指数（CI），并依据CI值判断药物的联合效果： CI>1表示拮抗作用；CI=1表示相加作用；CI<1表示协同作用,且协同抑制效果随CI值的减小而增强。
2.5 统计学分析
实验结果以(
$\bar x $ ±s)表示，采用GraphPad Prism 8.0.2软件进行数据的处理分析，多组间比较采用单因素方差分析，两组间比较采用t检验。P<0.05表示组间差异有统计学意义。3. 结果
3.1 hcGEM、Era、SASP、Art单独用药对PANC-1细胞的影响
如图1所示，hcGEM、Era、SASP、Art单独作用于PANC-1细胞时可明显抑制细胞的增殖，并且这种抑制作用呈现剂量依赖性。hcGEM、Era、SASP、Art作用于PANC-1细胞的IC50值分别为0.175 7、1.884、195.1、23.13 μmol/L。hcGEM单独用药时，小于0.015 625 μmol/L的剂量对PANC-1细胞的生长几乎无抑制作用，存活率>95%（P>0.05）；剂量大于2 μmol/L时，细胞的活性受到显著抑制，存活率<15%（P<0.05）。Era单独用药时，大于16 μmol/L 的剂量能显著抑制PANC-1细胞的生长，存活率<10%（P<0.05），而小于0.25 μmol/L的剂量会使80%以上的细胞存活。SASP单独用药时，大于800 μmol/L的剂量能抑制PANC-1细胞的生长，存活率<15%（P<0.05），而小于12.5 μmol/L的剂量仅轻微抑制PANC-1细胞存活，存活率>85%（P>0.05）。Art单独用药时，大于128 μmol/L的剂量能显著抑制PANC-1细胞的生长，存活率<40%（P<0.05），而小于0.5 μmol/L时，仅能轻微抑制细胞增殖，存活率>85%（P>0.05）。
3.2 hcGEM分别与Era、SASP、Art联合用药对PANC-1细胞的影响
在研究单药对PANC-1细胞抑制效果的基础上，我们进一步探究了hcGEM-Era 4∶1、1∶1、1∶4和1∶16 联合用药，hcGEM-SASP 4∶1、1∶1、1∶20和1∶400联合用药，以及hcGEM-Art 2∶1、1∶1、1∶4和1∶16联合用药，对PANC-1细胞的抑制效果。如图2所示， hcGEM-Era、hcGEM-SASP以及hcGEM-Art联合用药组的抑制效果随着浓度的增加而提高。其中，hcGEM-Era 4∶1、1∶4、1∶16联合组，以及hcGEM-SASP 1∶400联合组对PANC-1细胞抑制效果在所有浓度梯度范围均优于hcGEM组（P<0.05）。此外，hcGEM-Era 4∶1、1∶4、1∶16联合用药组，hcGEM-SASP 1∶20、1∶400联合组，和hcGEM-Art 1∶16联合组的IC50值均小于0.1757 μmol/L（hcGEM单药组的IC50），说明上述联合用药能在一定程度上提高对PANC-1细胞的抑制效果。不同联合用药组hcGEM的IC50值见表1。
图 2 三种铁死亡诱导剂分别联用hcGEM对胰腺癌PANC-1细胞存活率的影响A.hcGEM-Era联合用药组；B.hcGEM-SASP联合用药组；C.hcGEM-Art联合用药组；*P<0.05, 与单用hcGEM组比较表 1 hcGEM联合三种铁死亡诱导剂对胰腺癌PANC-1细胞作用时的IC50值组别 摩尔浓度比 IC50（μmol/L，hcGEM） hcGEM-Era联合组 1∶0.25 0.140 3±0.009 1 1∶1 0.340 2±0.018 3 1∶4 0.091 3±0.005 1 1∶16 0.083 3±0.002 5 hcGEM-SASP联合组 1∶0.25 0.297 5±0.016 1 1∶1 0.240 2±0.021 2 1∶20 0.120 8±0.008 9 1∶400 0.092 6±0.006 7 hcGEM-Art联合组 1∶0.5 0.366 4±0.018 7 1∶1 0.344 4±0.026 3 1∶4 0.249 3±0.015 7 1∶16 0.154 6±0.013 5 3.3 药物联合指数
为了研究hcGEM分别与Era、SASP、Art联合用药，对PANC-1细胞是否具有协同抑制作用，我们分别设计了hcGEM与三种铁死亡诱导剂的4种不同比例的联用方案，来探讨不同联合用药组对PANC-1细胞的协同抑制效果。CompuSyn软件分析结果显示，hcGEM-Era 4∶1或1∶4联用组在所有药物浓度下均能对PANC-1细胞产生良好的协同抑制效果（CI<1），且4∶1联用组的协同抑制效果略优于1∶4联用组。对于hcGEM-Era 1∶16联用组，CI值随着联合药物浓度的增加而减小，说明该比例下两药协同抑制效果随着浓度增大有所增强，而hcGEM-Era 1∶1联用组的CI值，仅除1 μmol/LhcGEM+1 μmol/L Era、0.031 25 μmol/L hcGEM+0.031 25 μmol/L Era联用组的CI<1外，其余浓度组CI>1,说明hcGEM-Era 1∶1联用组对PANC-1细胞几乎无协同抑制效果(图3A)。
图 3 三种铁死亡诱导剂分别联用hcGEM对胰腺癌PANC-1细胞的效应-联合指数曲线图A.hcGEM-Era联用组；B. hcGEM-SASP联用组；C.hcGEM-Art联用组对于hcGEM与SASP联合用药组对PANC-1细胞的协同抑制效果，CompuSyn分析结果提示，hcGEM-SASP 4∶1联用对PANC-1细胞没有协同作用（CI>1），而hcGEM-SASP 1∶1联用组除了0.25 μmol/L hcGEM+0.25 μmol/L SASP、0.125 μmol/L hcGEM+0.125 μmol/LSASP联用组CI<1外，其余联用浓度组的CI>1，表明hcGEM-SASP 1∶1联合用药对PANC-1细胞几乎无协同抑制作用。hcGEM-SASP 1∶20联合用药对PANC-1细胞，除了1 μmol/LhcGEM+20 μmol/L SASP、2 μmol/L hcGEM+40 μmol/LSASP联用组CI>1外，其余浓度组CI<1，提示hcGEM-SASP 1∶20联合用药对PANC-1细胞主要是协同抑制效果，且协同效果随着浓度的增加而减弱。hcGEM-SASP 1∶400联合用药对PANC-1细胞有良好的协同抑制效果（CI<1），且协同效果随着浓度的增加而增强(图3B)。
对于hcGEM与Art联合用药组对PANC-1细胞的协同抑制效果，CompuSyn结果提示，hcGEM-Art 2∶1联用组在0.031 25 ~0.25 μmol/L hcGEM联合浓度范围内CI <1，且接近1，其余联合浓度组的CI>1，表明hcGEM-Art 2∶1联合用药对PANC-1细胞几乎无协同抑制作用。hcGEM-Art 1∶1联用组CI>1，表明hcGEM-Art 1∶1联合用药对PANC-1细胞无协同抑制作用。hcGEM-Art 1∶4联用组仅在0.031 25~0.125 μmol/L hcGEM联合浓度范围内CI<1,其余联合浓度范围内CI>1，表明hcGEM-Art 1∶4联合用药对PANC-1细胞仅在0.031 25~0.125 μmol/L hcGEM联合浓度范围内存在协同抑制作用。 hcGEM-Art 1∶16联用组在0.015 625~0.25 μmol/L hcGEM联合浓度范围内CI <1，其余联合浓度范围内CI>1，表明hcGEM-Art 1∶16联用组在0.015 625~0.25 μmol/L hcGEM联合浓度范围内对PANC-1细胞有协同抑制作用 (图3C)。
4. 讨论
目前，胰腺癌的一线治疗标准为吉西他滨联合白蛋白结合型紫杉醇或者FOLFIRONOX组合（5-氟尿嘧啶、亚叶酸钙、伊立替康和奥沙利铂）[10]。吉西他滨在一定程度上能提高患者的生存率，但耐药性的出现以及毒副作用限制了临床治疗效果，故临床上常将其与其他化疗药联合使用来提高其疗效[11]。近来大量研究证实，诱导癌细胞铁死亡可能对包括胰腺癌在内的多种类型癌症有效[12]。自2003年发现小分子铁死亡诱导剂埃拉斯汀至今，研究人员已发现多种铁死亡诱导剂，如RSL3、Sorafeni、SASP、Art等[13]。本研究选取了三种铁死亡诱导剂Era、SASP以及Art，首先研究了三种铁死亡诱导剂单独应用对PANC-1细胞的增殖抑制作用。通过CCK-8法检测了三种铁死亡诱导剂的细胞毒性作用，我们发现Era对PANC-1细胞的IC50最小，而SASP的IC50最大，表明在这三种铁死亡诱导剂中，Era对PANC-1细胞的抑制作用最强，而SASP最弱。三种铁死亡诱导剂单独使用对PANC-1细胞的增殖抑制作用呈现剂量依赖性,即浓度越大抑制效果越强。
为了进一步探究三种铁死亡诱导剂Era、SASP、Art与hcGEM联用是否对胰腺癌PANC-1细胞具有协同抑制作用，本研究设计了不同比例的联合用药组来探索最佳的联合协同方案。本次研究结果显示，当三种铁死亡诱导剂分别与hcGEM联合使用时， hcGEM-Era 4∶1或1∶4联用组，hcGEM-SASP 1∶400联用组对PANC-1细胞具有良好的协同抑制效果。hcGEM-Art 1∶4或1∶16联用组仅在一定浓度范围内对PANC-1细胞有协同抑制效果。胰腺导管腺癌患者中，90%存在KRAS突变, 而致癌KRAS将胰腺导管腺癌细胞重新编程为高度抗凋亡的状态。由于KRAS信号突变的副产物是生成大量的ROS，为了上调抗氧化能力，胰腺导管腺癌转而增强葡萄糖和谷氨酰胺代谢途径，使细胞对ROS诱导的、铁依赖性非凋亡的铁死亡模式敏感[13]。激活铁死亡可有效阻止肿瘤进展，增强化疗、放疗和免疫治疗的效果[14]。在治疗胰腺癌的过程中，吉西他滨通过NF-κB信号途径诱导内源性活性氧的产生，进而导致Nrf2信号通路的激活以及细胞内谷胱甘肽增加，最终使胰腺癌细胞对吉西他滨不敏感[15]。埃拉斯汀可通过抑制胱氨酸-谷氨酸逆向转运蛋白的活性来减少胱氨酸进入肿瘤细胞，从而降低胞内谷胱甘肽的合成，抑制线粒体的电压依赖性阴离子通道等多种途径促进线粒体代谢紊乱、活性氧类物质以及脂质过氧化物的大量积累，增强吉西他滨对胰腺癌细胞的杀伤效果[16]。柳氮磺胺吡啶可通过抑制胱氨酸-谷氨酸逆向转运蛋白的功能促进胰腺癌细胞的铁死亡，逆转癌细胞的耐药性 [17]。青蒿琥酯通过诱导铁依赖性氧化损伤促进胰腺癌细胞的死亡，并且这种脂质过氧化性细胞死亡可被铁死亡抑制剂阻断[18]。本研究中三种铁死亡诱导剂联合hcGEM对PANC-1细胞的协同抑制的效果可能与这三种铁死亡诱导剂引起的氧化应激反应的强弱有关，具体相关机制还有待进一步实验。
综上所述，本研究发现三种铁死亡诱导剂分别与hcGEM联合应用时存在对PANC-1细胞的协同抑制联合方案。hcGEM-Era 4∶1或1∶4联合用药以及hcGEM-SASP 1∶400联合用药对PANC-1细胞的协同抑制效果良好，而hcGEM-Art 1∶4或1∶16联合用药仅一定浓度范围能对PANC-1细胞产生协同抑制效果。
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