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人体表面及内部生活着数量巨大、种类多样的微生物，其中绝大部分是由细菌菌群组成的。肠道微生物和中枢神经系统之间存在相互作用，肠道微生物的异常可以通过“菌-肠-脑”轴参与到机体认知和社会行为等的复杂调控中，且已有多项研究发现肠道菌失调与抑郁症的发生密切相关[1]，会通过多种不同的方式和途径加速或诱导抑郁症的发生。口服药物治疗是目前常用的方式，可在一定程度上减缓病人症状，但是目前部分抗抑郁药物仍具有一定的局限性[2]。现已有研究发现，益生菌可以通过多重机制来控制抑郁样行为[3]，这为我们探索抗抑郁药物的研发提供了一个新的方向。本综述将从抑郁症、肠道菌代谢产物、作用分子水平出发探讨抑郁症的机制，在对现有益生菌生物制剂治疗抑郁症的研究发现的基础上，对肠道菌这一新靶点进行展望，为寻找抗抑郁药物研发的方向提供帮助。
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目前抑郁症确切的病理生理机制仍不清楚，多集中在单胺神经递质紊乱、肾上腺轴功能障碍、缺乏神经营养因子和促炎细胞因子过度等方面，随着肠道菌在抑郁症中的调控机制逐渐被揭示，肠道菌对相关致抑郁小分子的作用也逐渐被证实。
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据报道,细胞炎性因子在正常大脑以及大脑发育过程中十分重要，促炎因子可以直接或通过强效激活下丘脑-垂体-肾上腺轴（HPA轴）来诱导或加速抑郁症的发病[4]。HPA轴功能异常是抑郁病理生理机制的重要组成部分之一。目前有关抑郁症发病机制中作用的促炎性细胞因子有TNF-α、IL-1和IL-6 等，另外新的分子和机制也逐渐被发现。动物研究发现，动物在注入促炎性细胞因子后出现了一系列与抑郁症表现非常相似的行为学变化[5]。
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脑源性神经营养因子假说是抑郁症发病机制假说之一, BDNF是神经生长的重要调节因子, 当BDNF水平受到影响减少时会对抑郁症的发生起到促进作用[6]，有研究表明BDNF可以参与神经突触可塑性调控，与情绪障碍有很大的联系。
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神经递质是神经细胞交流的信使, 在个体心理和行为中发挥着重要作用, 抑郁症与神经递质异常有直接关系[7]。抑郁症假说之一表明抑郁是由于脑内单胺类神经递质缺乏引起的，另外有研究发现，其他的神经递质也有可能对抑郁症产生影响[8]。
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HPA轴是指下丘脑-垂体-肾上腺轴，糖皮质激素就是这条轴上的介质之一。研究发现糖皮质激素对维持机体正常生理状态十分重要，参与中枢神经系统的调节，可对抑郁的产生起到重要影响[9]。HPA轴的异常是导致神经行为异常的原因之一。
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某些针对抑郁患者或抑郁大鼠的研究发现，正常与抑郁状态下其肠道菌群的丰度存在显著差异，即抑郁状态会导致肠道菌丰度的改变[10-15]，大多导致拟杆菌门丰度增高而厚壁菌门丰度降低[10-13]。反之，肠道菌的紊乱对抑郁症的发生起到诱导或加速作用这一点也在多项研究中得到肯定[16]。
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在门水平上，Liu 等[10]通过对抑郁症患者和健康者进行比对发现两种状态下的肠道群的显著不同，拟杆菌门 Bacteroidetes增高，而厚壁菌门 Firmicutes 降低。除此之外，Chen 等[11]的实验也发现，抑郁症患者肠道菌在拟杆菌门Bacteroidetes、变形菌门 Proteobacteria 、厚壁菌门Firmicutes、放线菌门 Actinobacteria 这4个门中存在显著差异。
在正常与抑郁模型大鼠肠道菌中，差异同样显著存在。Yu 等[12]的实验研究表明了这一点，他们用16S rRNA基因测序法，对由慢性多变压力刺激建立的抑郁大鼠模型进行基因测定，发现与正常大鼠相比，抑郁大鼠模型肠道中厚壁菌门Firmicutes含量是减少的，而拟杆菌门Bacteroidetes含量是增多的。同样证实这一点的还有刘佳琳[13]，她通过对慢性不可预知温和应激实验所造的抑郁模型大鼠进行的实验，发现与正常大鼠相比，抑郁模型大鼠盲肠内容物中拟杆菌门Bacteroidetes和变形菌门Proteobacteria相对丰度升高，厚壁菌门Firmicutes的相对丰度降低。
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在科、属水平上，Jiang等[14]采用测定16S RNA这一细菌身份证片段基因的方法测定 30 例抑郁症患者肠道微生物的变化，发现氨基酸球菌属Acidaminococcus在抑郁症患者中表达上调。而荣晗等 [15]通过选取30岁以上的复发性抑郁症患者做肠道菌群丰度和种类及基因功能测定研究，也证实了氨基酸球菌属表达上调。
在大鼠抑郁模型中，Yu 等[12]实验结果表明，抑郁状态大鼠肠道中的分节丝状菌Candidatus Arthromitu 、颤杆菌克属 Oscillibacter 明显增加，Marvinbryantia、棒状杆菌属 Corynebacterium 、冷杆菌属 Psychrobacter、Christensenella Lactobacillus、Peptostreptococcaceae incertae se-dis、Anaerovorax、Clostridiales incertae sedis 和粪球菌属 Coprococcus 明显降低。刘佳琳[13]探究的抑郁模型大鼠显示，寡源杆菌属 Oligella 、另枝菌属 Alistipes 和脱硫弧菌属Desulfovibrio相对丰度显著增高而乳杆菌属 Lactobacillus 和罗姆布茨菌属Romboutsia 相对丰度显著降低。
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有研究显示肠道微生物可以调控HPA轴、细胞因子和单胺类神经递质等，Messaoudi等[16]将含有双歧杆菌及乳杆菌的配方物质及空白安慰剂随机分配给重度抑郁症患者口服后,通过严格的评价标准,试验组患者的精神压力、抑郁、焦虑、敌对症状评分均有显著改善，这表明通过补充益生菌可以改善抑郁行为。综合目前对抑郁症的肠道微生物多样性研究报道可以看出，拟杆菌门和厚壁菌门是抑郁症的代表微生物，拟杆菌门与抑郁症正相关，而厚壁菌门与抑郁症负相关。拟杆菌门与厚壁菌门比例的改变会导致抑郁症的发生发展。这些方面均提示肠道菌群可能与抑郁症的发病存在相关性。
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肠道菌代谢产物，如短链脂肪酸、吲哚等，被认为通过以下几种机制调节抑郁行为：对中央受体的直接作用；激活神经、免疫或内分泌途径的外周受体；组蛋白去乙酰化或DNA甲基化的表观遗传调控。通过代谢产物了解这些机制，有利于加深我们对抑郁症病因的理解，从而利用这些生物活性分子开发新策略进行有益的精神治疗。
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SCFAs是由肠道菌群厌氧发酵不可消化的碳水化合物产生，极易在大肠中被吸收。已有研究表明SCFAs参与消化、免疫和中枢系统功能，通过控制3个最丰富的SCFAs（丙酸、乙酸和丁酸盐）可以缓解小鼠的抑郁症状[17]。研究发现，抑郁症（MDD）病人体内出现了丙酸、乙酸和丁酸盐的减少[18]，而生活质量较高的人群拥有更多能够产生丁酸盐的肠道菌，如栖粪杆菌属 Faecalibacterium和粪肠球菌属 Coprococcus spp.，其中，栖粪杆菌属是肠道中最丰富的微生物属之一，对包括MDD在内的多种疾病具有重要的免疫功能和临床意义[19]。SCFAs能够结合并激活G蛋白偶联受体，使其在体内多个器官中广泛表达，推测SCFAs可能通过直接刺激神经通路或通过神经-内分泌和免疫激活的间接中枢作用来调控抑郁行为。
组蛋白去乙酰化酶活性的改变是抑郁的特征之一，例如，丁酸盐的全身给药诱导小鼠海马和额叶皮质的组蛋白乙酰化[20]以及反复注射丁酸钠通过海马组蛋白H3和H4的乙酰化介导抗抑郁作用[21]。色氨酸代谢改变是抑郁症的特征，其中，丙酸盐通过增加色氨酸羟化酶（TPH）促使色氨酸向5-羟色胺的转化[22]。
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研究表明，色氨酸经宿主（TDO和IDO）和肠道菌酶（色氨酸酶等）代谢后产生具有既定情绪调节特性的神经活性分子，包括5-HT、犬尿氨酸和吲哚。只有不到5%的色氨酸被色氨酸羟化酶沿着甲氧基吲哚途径转化为5-HT，其余95%通过犬尿氨酸途径由TDO和IDO酶代谢。色氨酸代谢紊乱（即色氨酸从5-HT转移到犬尿氨酸代谢合成）可能是典型抑郁症表现在情绪、认知和睡眠障碍的部分原因[23]。在被定植色氨酸代谢细菌的动物体内发现了色氨酸减少和海马体5-HT浓度增加，并伴有类似焦虑行为的减少[24]。
吲哚通过增加与上皮细胞结构和功能有关的基因表达来增强肠上皮屏障功能，并且通过影响孢子形成、质粒稳定性与耐药性、生物膜形成和毒力在微生物群落中发挥重要作用。另外，吲哚进一步代谢经氧化和偶联的产物——氧化吲哚和2，3-吲哚醌，同样是具有神经活性的信号分子，能够调节运动功能和情绪行为。2，3-吲哚醌是一种内源性单胺氧化酶（MAO）B抑制剂和苯二氮䓬受体拮抗剂，在小鼠和大鼠中都具有抗焦虑的特性[25]。
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其他肠道菌产生的代谢物质，如乳酸、胆汁酸、神经递质、胆碱代谢物、维生素等也会对抑郁产生一定影响。
乳酸是乳酸菌（乳酸乳球菌、格氏乳杆菌、罗伊氏乳杆菌等）、双歧杆菌和变形杆菌在哺乳动物寄主过程中对膳食纤维发酵产生的有机酸[26]，可以被几种细菌转化为SCFAs，对整个菌池有贡献。其调节情绪行为的一个潜在机制是通过直接激活受体GPR81，在海马体、新大脑皮层和小脑表达[27]。
胆汁酸是由胆固醇衍生的类固醇酸，在肝脏合成后分泌到小肠，并在回肠吸收。胆酸（CA）和鹅去氧胆酸（CDCA）这两种主要的胆汁酸在人体和大鼠的肠道中通过肠道菌群进一步结构修饰，转化为二级和三级胆汁酸[28]。胆汁酸具有局部去污性，能够乳化亲脂分子，进而促进营养物质的消化和吸收。此外，胆汁酸可能通过破坏紧密连接的表达，导致肠和中央上皮细胞的通透性，从而导致严重的抑制[29]。有研究表明，胆汁酸的作用在一定程度上可能取决于其物理和化学性质，而这些性质又取决于微生物介导的化合物修饰[30]。另一个可能会影响胆汁酸行为结果的因素是受体介导的响应。此外，一些胆汁酸，如碎石胆酸，可刺激中枢PXR和维生素D受体（VDR），具有良好的抗抑郁作用[31]。
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如今人们面临的各方面压力越来越大，抑郁症的发病率呈明显的上升趋势，已经成为一个严重的社会和医疗问题。但它发病机制十分繁杂，在治疗上有相当大的阻力。大量关于肠道菌的基础研究已经证实了肠道微生物的结构和多样性紊乱后会诱导或者加速抑郁症的发生，无论是临床统计观察还是实验动物模型检测，都证实了这一点，改善肠道微生物的状态能预防和治疗抑郁症，这一点也同样被研究佐证。
目前已有多项实验研究发现益生菌[32]以及中药复方提取物[33]等可以通过恢复抑郁状态下紊乱的肠道微生物结构来改善抑郁状态，这一点对抑郁症的治疗产生了极大的应用价值。但是基于肠道菌而进行抑郁症疾病药物研发的探究目前仍是处于初级阶段，对于抑郁症相关性高的肠道菌进行调控，是否会与其他肠道菌群产生反应而造成反作用或毒副作用影响机体健康，对于实验结果的普遍性和有效性能否做到更广泛的临床验证，对于直接补充肠道菌代谢产物是否比直接针对肠道菌群进行改造更有效，这些都是需要考虑的，因此，对于后续存在的问题有待继续挖掘和深入探索。
Advances in antidepressant therapy related to gut microbiota
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摘要:
目的 介绍肠道菌群与抑郁症的病理机制以及相关治疗的研究进展，为后续以肠道菌为靶点的抗抑郁药物的研发提供帮助。 方法 查阅近年来肠道菌群与抑郁症方面的33篇中英文文献进行分类总结，从肠道菌群的门、科、属水平的角度探讨了抑郁状态下肠道菌群多样性的变化，从分子水平上阐述了肠道菌与抑郁症发病机制之间的关系,总结现有相关研究，进一步探索以肠道菌群为靶点进行药物研发治疗的可行性。 结果 肠道菌紊乱与抑郁症之间相互作用，现有益生菌等生物制剂可通过改善肠道菌群病理状态下的紊乱对抑郁症治疗起到缓解作用。 结论 肠道菌群失调与抑郁的发生密切相关，以肠道菌为靶点的相关药物研发治疗，可能成为治疗抑郁症的新途径。 Abstract:Objective This paper introduces the research progress on the pathogenesis of depression related to gut microbiota and provides the resources for the subsequent development of antidepressant drugs targeting gut microbiota. Methods 33 literatures on gut microbiota and depression in recent years were reviewed. The changes of gut microbiota diversity under depression were discussed from the perspectives of phylum, family and genus. The relationship between gut microbiota and the pathogenesis of depression was expounded at the molecular level, and the existing relevant studies were summarized. The feasibility of drug development targeting gut microbiota was explored. Results There is a relationship between gut microbiota disorder and depression. Existing biological agents such as probiotics can alleviate depression by adjusting the disorder of gut microbiota. Conclusion The imbalance of gut microbiota is closely related to the occurrence of depression, and the development of drugs targeting gut microbiota may become a new way to treat depression. -
Key words:
- depression /
- gut microbiota /
- microbiome-gut-brain axis
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细菌耐药性已成为全球公共卫生威胁，其中耐碳青霉烯类肠杆菌目（CRE）细菌的感染是全球抗感染领域最引人注目的问题之一，原因是临床仅以碳青霉烯类抗菌药物已无法有效治疗此类细菌的感染[1]，尤其是新德里金属β-内酰胺酶（NDM）的出现，给防控耐药菌株的传播敲响了警钟，到目前为止，临床可用于治疗产NDM型碳青霉烯酶菌株的药物仍寥寥无几[2-3]。2021年，我国肺炎克雷伯菌（CR-Kpn）对亚胺培南和美罗培南的耐药率分别为20.8%和21.9%，几乎是2005年的7倍（3.0% 和2.9%）。大肠埃希菌（CR-Eco）对亚胺培南和美罗培南的耐药率分别为1.8%和2.0%[4]。此外，研究表明，新冠肺炎可能会加速CRE通过病毒促进细菌附着和呼吸道定植，从而导致CRE在世界各地的传播率有所上升[5-6]。肠杆菌目不同属细菌的耐药性可能由多种机制单独或协同介导，不同菌株主要的耐药机制也不尽相同，对于特定菌株来讲，各个机制之间的协同作用也会大大提高其对碳青霉烯类抗生素的耐受性[7-8]。因此，为应对CRE带来的重大挑战，实验室需做好抗微生物药物敏感性试验，开展针对碳青霉烯类耐药革兰阴性杆菌的酶型检测，为临床的抗感染治疗提供尽其所能的协助。本研究旨在通过评价上海交通大学医学院附属仁济医院浦南分院（本院）CRE对常见临床抗菌药物体外敏感性药敏试验的结果，了解CRE最常见的基因型，以及比较碳青霉烯酶耐药表型和基因型两种不同检测方法，以期为CRE的临床治疗和医院感染控制提供流行病学依据。
1. 实验材料
菌株来源：收集本院2022年1月至12月患者临床标本分离的CR-Kpn及CR-Eco非重复分离株，共400株。
2. 实验方法
2.1 细菌鉴定和体外药敏试验
使用珠海迪尔 Smart MS质谱仪对菌株进行鉴定。体外药敏试验使用96孔微量肉汤稀释法（仪器：Nephelometer比浊仪、Sensititre AIM自动加样系统、肉汤阅读仪）。
2.1.1 抗菌药物配制
美罗培南、环丙沙星、多黏菌素B、阿米卡星、替加环素均用无菌水溶解及稀释；头孢他啶用磷酸缓冲液（pH=6.0）溶解，无菌水稀释；头孢吡肟均用磷酸缓冲液（pH=6.0）溶解及稀释；氨曲南用饱和碳酸氢钠溶解，无菌水稀释。
2.1.2 接种菌量
将过夜纯分培养的受试菌用直接菌落悬浮法调制成0.5麦氏浊度管比浊，行100倍稀释，最终接种菌量为105 CFU/ml。
2.1.3 培养条件
肠杆菌目：空气状态下，（35±2）℃培养16～20 h。
2.1.4 结果阅读与判断
最低抑菌浓度（MIC）结果根据美国临床和实验室标准化协会2022年M100第32版文件颁布的折点进行判读[9]。CRE的定义是根据美国疾病预防控制中心2015年颁布的文件[10]。
2.1.5 质控菌株
CR-Eco ATCC25922、CR-Kpn ATCC700603 （上海市临床检验中心）。
2.2 碳青霉烯酶耐药表型检测
使用RESIST-5 O.O.K.N.V.（CORIS Bioconcept）胶体金法，对碳青霉烯类药物耐药（美罗培南MIC值≥4）的菌株，进行初筛。
2.3 碳青霉烯酶耐药基因检测
采用聚合酶链反应（PCR）技术检测CR-Eco blaKPC、blaNDM；CR-Kpn blaKPC、blaNDM、blaOXA-48 耐药基因，对阳性扩增产物进行测序确认。
2.3.1 细菌DNA样本提取
采用煮沸裂解法制备细菌DNA样本，即从培养基上选取新鲜培养的单个菌落到0.5 ml双蒸水，100℃震荡加热15 min，之后10 000 r/min离心5 min，留上清液作为被检测DNA样本。
2.3.2 PCR检测
根据参考文献设计blaKPC、blaNDM 、blaOXA-48 3个耐药基因的检测引物（购自上海生工生物工程技术有限公司）。TaKaRa TaqTM HS Perfect Mix、DL2000DNA Marker等PCR试剂（TakaRa Bio）。PCR反应条件为：95℃预热5 min；95℃变性30 s，58℃退火30 s，72℃延伸40 s，共38次循环；72℃反应5 min，然后4℃储存。PCR反应完成后，取5 μl PCR产物与1 μl 6×上样缓冲液混合后加入2.5%琼脂糖凝胶上样孔中进行电泳，设恒压110 V电泳30 min。最后通过凝胶成像仪观察电泳结果。KPC耐药基因的产物长度为882 bp、NDM 耐药基因的产物长度为813 bp、OXA-48耐药基因的产物长度为743 bp。
2.3.3 基因测序
PCR电泳后观察，将符合预期片段长度的产物进行测序验证。
2.4 统计学处理
采用WHONET 5.6版软件对药敏试验结果进行统计分析，其中计数资料以例数和百分比表示。
3. 结果
3.1 CRE来源的标本类型及科室分布
共分离到CR-Kpn及CR-Eco非重复分离株共400株，其中CR-Kpn 195株（48.75%），CR-Eco 205株（51.25%）。51株CRE中CR-Kpn 41株（80.39%）、CR-Eco 10株（19.61%）。CRE菌株大多来自呼吸道，血液和中段尿标本。其中，CR-Kpn来源的前3位标本分别为：痰标本、血标本、中段尿标本，CR-Eco来源的前3位标本分别为：中段尿标本、血标本、导管，具体见表1。此外，41株CR-Kpn主要分布在ICU 21株（51%）和老年科5株（12%）；10株CR-Eco主要分布在普外科6株（60%）。
表 1 CRE来源的不同标本类型分布标本类型 CR-Kpn（n=41） CR-Eco（n=10） 株数 构成比（%） 株数 构成比（%） 痰 17 41.46 0 0.00 血液 11 26.83 3 30.00 中段尿 8 19.51 6 60.00 肺泡灌洗液 2 4.88 0 0.00 导管 0 0.00 1 10.00 脓 1 2.44 0 0.00 胆汁 1 2.44 0 0.00 胸水 1 2.44 0 0.00 3.2 CR-Kpn、CR-Eco体外药物敏感性试验结果
CR-Kpn对美罗培南耐药率为21.03%、对替加环素、多黏菌素B、阿米卡星耐药率为0.00%、4.10%、11.79%，对头孢吡肟、头孢他啶耐药率分别为48.21%、45.64%，对氨曲南、环丙沙星耐药率分别是50.26%、53.85%。CR-Eco对美罗培南耐药率为4.88%，对替加环素、多黏菌素B、阿米卡星耐药率分别为0.00%、0.49%、0.98%，对头孢吡肟、头孢他啶耐药率分别为30.24%、39.51%，对氨曲南、环丙沙星耐药率分别是41.95%、64.88%，见表2。
表 2 肺炎克雷伯菌、大肠埃希菌体外药物敏感性试验结果（%）抗菌药物 肺炎克雷伯菌菌（n=195） 大肠埃希菌（n=205） 耐药 敏感 耐药 敏感 美罗培南 21.03 78.97 4.88 95.12 头孢吡肟 48.21 43.59 39.51 48.78 头孢他啶 45.64 48.72 30.24 62.44 环丙沙星 53.85 41.54 64.88 22.44 替加环素 0.00 97.44 0.00 100.00 多黏菌素B 4.10 95.90 0.49 99.51 阿米卡星 11.79 88.21 0.98 99.02 氨曲南 50.26 47.69 41.95 48.78 注：替加环素折点参考FDA，多黏菌素折点参考杨启文等[11]专家共识，其余均参考CLSI。 3.3 CRE体外药物敏感性试验结果
对 CRE的体外抗菌活性最高的前2位抗菌药物分别为替加环素（0.00%）、多黏菌素B（7.84%）。此外，对CR-Eco体外抗菌活性较高的还包括阿米卡星（90%）和氨曲南（80%），见表3。
表 3 CRE菌株体外药物敏感性试验结果（%）抗菌药物 肺炎克雷伯菌菌（n=41） 大肠埃希菌（n=10） 耐药 敏感 耐药 敏感 美罗培南 100.00 0.00 100.00 0.00 头孢吡肟 100.00 0.00 90.00 0.00 头孢他啶 100.00 0.00 100.00 0.00 环丙沙星 100.00 0.00 100.00 0.00 替加环素 2.56 97.44 0.00 100.00 多黏菌素B 10.26 89.74 0.00 100.00 阿米卡星 51.28 48.72 10.00 90.00 氨曲南 100.00 0.00 10.00 80.00 注：替加环素折点参考FDA，多黏菌素折点参考杨启文等[11]专家共识，其余均参考CLSI。 3.4 酶型检测结果
51株CRE中检测到碳青霉烯酶49株（96.08%）。耐药表型检测中产NDM型碳青霉烯酶共13株（25.49%）、产KPC型碳青霉烯酶共34株（66.67%）、产OXA酶共2株（3.92%），见表4。耐药基因检测中以产blaKPC为主共34株（66.67%）、以产blaNDM共13株（25.49%）、以产blaOXA-48为主共2株（3.92%），见表5，图1、图2和图3。
表 4 CRE中检测到的碳青霉烯酶耐药表型分布耐药表型 CR-Kpn（n=41） CR-Eco（n=10） KPC酶 32（78.05） 2（20.00） NDM酶 5（12.20） 8（80.00） OXA酶 2（4.88） 0 阴性结果a 2（4.88） 0 注：a表示未检测到任何目标碳青霉烯酶。 表 5 CRE中检测到的碳青霉烯酶耐药基因分布耐药基因 CR-Kpn（n=41） CR-Eco（n=10） blaKPC 32（78.05） 2（20.00） blaNDM 5（12.20） 8（80.00） blaOXA-48 2（4.88） 0 阴性结果a 2（4.88） 0 注：a表示未检测到任何目标碳青霉烯酶。 4. 讨论
近年来，由于抗菌药物的选择局限性和感染控制措施的实施不足，多重耐药菌感染率不断升高，尤其随着碳青霉烯类抗菌药物的广泛应用，在抗生素选择压力下CRE菌株不断被检出，已引起临床关注[12]。肠杆菌目中有许多种属可检测出CRE，最常见的有CR-Kpn、CR-Eco，其次是阴沟肠杆菌、变形杆菌属和弗劳地柠檬酸杆菌等[13-15]。CRE对碳青霉烯类药物的耐药机制主要以产碳青霉烯酶为主，其次是孔蛋白缺失或改变、外排泵过表达、青霉素结合蛋白改变和生物膜产生。耐药基因的突变、插入和转录修饰也可能影响肠杆菌目细菌对碳青霉烯类的敏感性[16]。本研究结果显示51株CRE包括CR-Kpn 41株（80.39%）和CR-Eco 10株（19.61%）。通过耐药表型筛选并结合基因型检测，本研究发现CRE耐药表型与携带的耐药基因型基本一致，CRE菌株中产blaKPC共34株（66.67%）、产blaNDM共13株（25.49%）、产blaOXA-48共2株（3.92%），blaKPC-2基因是本院主要的碳青霉烯类耐药基因，与PORRECA等[17]报道一致。此外，本研究结果显示，CR-Kpn中有78.05%产blaKPC， 12.20%产blaNDM， 4.88%产blaOXA-48，该结果与 CHINET 2016~2018年对全国24个省市的36家医院收集到935株非重复 CRE 菌株研究[18]结果CR-Kpn中产blaKPC 64.6%，产blaNDM 9.5%，产blaOXA-48 4.88%略有不同，可能与当地流行的 CRE携带的碳青霉烯酶耐药基因存在区域差异性有关。本研究体外抗菌药物敏感性试验结果显示，CRE均呈多重耐药，对头孢菌素类、碳青霉烯类出现较高程度的耐药，多黏菌素B，替加环素和一些氨基糖苷类药物是少数可能对CRE保持活性的药物之一。本研究的结果显示替加环素对所有CRE菌株具有较好的抗菌活性，敏感性均>95%，CR-Kpn对多黏菌素B敏感性为89.74%，略低于2021年CHINET监测数据，而CR-Eco对多黏菌素B敏感性为100%。某些抗菌药物对特定CRE菌株有较好的抗菌活性，如CR-Eco对阿米卡星敏感性为90%。由于碳青霉烯类耐药革兰阴性菌往往对临床常用抗菌药物耐药，其所致感染临床治疗选择药物有限，建议临床根据体外药物敏感性试验结果联合用药，如替加环素联合氨基糖苷类或多黏菌素B，但替加环素和多黏菌素B的临床治疗效果可参考的文献较少，建议临床根据实际治疗效果不断调整治疗方案。
本研究也存在某些不足之处，首先，纳入耐药菌除CR-Kpn、CR-Eco外，其他肠杆菌目细菌均未纳入；其次，CRE耐药基因型可能同时携带一种或多种AmpC酶和超广谱β-内酰胺酶[19]，其复杂的基因型及其内在表达机制有待于进一步研究。
综上所述，替加环素、多黏菌素B还保持着较高的抗菌活性，KPC-2是本院CRE的主要酶型。由于作用不同碳青霉烯酶抗菌药物对不同碳青霉烯酶的抑制作用不同，因此，对于临床分离的碳青霉烯类耐药肠杆菌目细菌，实验室应开展碳青霉烯酶表型或基因型的检测并进行临床报告。临床应根据微生物实验室药物敏感性及碳青霉烯酶分析结果结合本地区CRE耐药基因型分布特点，制定治疗策略和预防措施，合理用药。
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